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『重磅盤點』AAV在腎臟研究中的應用策略

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腎(shen)(shen)臟疾(ji)(ji)病(bing)已成(cheng)(cheng)為威脅人(ren)(ren)類健康的(de)主要(yao)疾(ji)(ji)病(bing)之(zhi)一(yi),全球(qiu)約有13%人(ren)(ren)口受其影(ying)(ying)響(xiang)。已知由基因(yin)(yin)突(tu)變(bian)(bian)引起的(de)慢性(xing)(xing)腎(shen)(shen)臟疾(ji)(ji)病(bing)的(de)發(fa)病(bing)率(lv)可高(gao)達(da)千分之(zhi)一(yi),近80種基因(yin)(yin)的(de)突(tu)變(bian)(bian)都與各種遺傳性(xing)(xing)腎(shen)(shen)臟疾(ji)(ji)病(bing)有關(guan)(guan)。然而(er),由于腎(shen)(shen)臟結構和功能的(de)復(fu)雜性(xing)(xing),針(zhen)對(dui)腎(shen)(shen)臟疾(ji)(ji)病(bing)的(de)基因(yin)(yin)治療(liao)的(de)研(yan)究(jiu)(jiu)和開發(fa)滯后于肝(gan)臟、神經(jing)肌肉和眼睛等。自20世紀90年代末以來,研(yan)究(jiu)(jiu)人(ren)(ren)員(yuan)已經(jing)開始(shi)利(li)用AAV進行體內外腎(shen)(shen)臟的(de)基因(yin)(yin)傳遞(di)研(yan)究(jiu)(jiu),并取得一(yi)定(ding)的(de)成(cheng)(cheng)果,然而(er)所帶(dai)來的(de)實際轉導(dao)效果存在很大程度(du)的(de)不(bu)同,這可能與不(bu)同的(de)傳遞(di)方式以及(ji)不(bu)同的(de)AAV血清型等因(yin)(yin)素有關(guan)(guan)。如(ru)何實現或者更大程度(du)上實現外源基因(yin)(yin)在腎(shen)(shen)臟中(zhong)的(de)轉導(dao)成(cheng)(cheng)為影(ying)(ying)響(xiang)腎(shen)(shen)臟基因(yin)(yin)治療(liao)發(fa)展的(de)關(guan)(guan)鍵。

1.注(zhu)射(she)方式(shi)的選擇


圖1. 腎(shen)(shen)臟結(jie)構示意圖和腎(shen)(shen)皮質的顯微圖像
(van der Wouden, E.A., et al. J Pharmacol Toxicol Methods, 2004.)

給藥(yao)途徑的選擇是基因治(zhi)療有效性(xing)的重要決定(ding)因素(su)。哺乳動(dong)物的(de)(de)腎(shen)(shen)臟(zang)具有嚴格的(de)(de)過濾功能(neng),排(pai)斥大(da)于(yu)50kDa的(de)(de)蛋白質,此外,腎(shen)(shen)小球內的(de)(de)足(zu)細胞形成直(zhi)徑僅(jin)為10nm的(de)(de)狹縫橫膈膜(mo),傳(chuan)統的(de)(de)AAV載(zai)體(ti)全(quan)身(shen)給(gei)藥(yao)難以在(zai)腎(shen)(shen)臟(zang)達到足(zu)夠(gou)的(de)(de)表達水平,即(ji)便是高劑(ji)量給(gei)藥(yao)也(ye)會導致AAV集中在(zai)肝臟(zang)等腎(shen)(shen)外器官(guan)中。為了(le)提高病毒(du)載(zai)體(ti)對(dui)腎(shen)(shen)臟(zang)的(de)(de)轉(zhuan)導并降低病毒(du)載(zai)體(ti)對(dui)腎(shen)(shen)外器官(guan)的(de)(de)轉(zhuan)導效率(lv),除了(le)全(quan)身(shen)給(gei)藥(yao)方式外,近年來,科學(xue)家(jia)陸(lu)續開發了(le)腎臟局部給藥途徑包括腎動脈注(zhu)射(she)、腎靜脈注(zhu)射(she)、經腎實質注(zhu)射(she)、經輸尿管逆行給藥和經腎實質腎盂注(zhu)射(she)等(deng)(圖(tu)2)。

圖2. 腎臟AAV給藥方式
(A) 腎(shen)動脈灌(guan)注(zhu),通過(guo)導(dao)管(guan)或注(zhu)射器(qi);(B)腎(shen)靜(jing)脈逆行灌(guan)注(zhu);(C)逆行輸尿(niao)管(guan)灌(guan)注(zhu);(D)經腎(shen)囊壁直接向(xiang)腎(shen)實質注(zhu)射。
(Rubin, J.D. and M.A. Barry. Mol Diagn Ther, 2020.)


如下表(biao)所(suo)列,這(zhe)些以手術為基礎的AAV給藥(yao)方(fang)法實現了外源基因在腎臟中不(bu)(bu)同分布模式,且具(ju)有不(bu)(bu)同的特點。

AAV腎臟給藥方式 基因表達分布 特點
腎(shen)靜(jing)脈注(zhu)射 皮質和(he)髓(sui)質中(zhong)表達,主要在腎小球和(he)近(jin)端小管中(zhong) 難以突破(po)腎(shen)小球屏障,效率較(jiao)低
腎動(dong)脈注射 近端小管和腎集合管 技術挑戰性強
腎實質注(zhu)射 僅限于注射(she)針道周圍 操作相對簡單(dan)
經輸(shu)尿(niao)管腎盂逆(ni)行注射 腎臟管道系統 克服(fu)腎(shen)小球屏障(zhang)限制,操作難度大
經腎(shen)實質腎(shen)盂注射 皮質(zhi)和髓質(zhi)的腎小管(guan)上(shang)皮細(xi)胞中,主要是集合管(guan)細(xi)胞 新注(zhu)射方式,操作簡單,基(ji)因表達穩(wen)定

下面對腎靜脈(mo)注射(she)(she)、經(jing)輸尿管逆行(xing)注射(she)(she)和(he)經(jing)腎實質(zhi)腎盂注射(she)(she)三種(zhong)注射(she)(she)方(fang)式進行(xing)簡單分(fen)享:

1. 腎靜脈注射:

①對C57BL/6 小鼠(shu)(4-6 周(zhou)齡,15-20g)進行(xing)麻醉手術,并使小鼠(shu)呈(cheng)仰(yang)臥姿(zi)勢于操作臺(tai)上;

②給小鼠左(zuo)腹(fu)剃(ti)毛(mao),在(zai)小鼠左(zuo)腹(fu)部做一個(ge)切(qie)口,暴露左(zuo)腎(shen)及腎(shen)蒂,并將腎(shen)靜脈從腎(shen)蒂中游離;

③用(yong)顯微止血夾(jia)夾(jia)住腎靜脈(mo)遠(yuan)端以阻(zu)止病毒原液流出腎臟;

④用30G注射針刺入左腎靜脈近端,將50μL液體(含有 5x1010個病毒顆(ke)粒基因組拷貝數或 PBS)注入腎靜(jing)脈;

⑤5min后(hou),拔出注射(she)針(zhen),移去顯微(wei)止血夾并(bing)壓迫止血片刻,將切口分兩層縫合。

2. 經輸(shu)尿管(guan)腎盂(yu)逆行注射:

①對C57BL/6 小鼠(4-6 周齡,15-20g)進行麻(ma)醉手術(shu),并使小鼠呈仰臥姿勢于操作臺(tai)上;

②在小(xiao)鼠左腹部做(zuo)一個切口并(bing)輕輕剖開(kai),找到輸尿管遠端(duan)和腎(shen)動脈(mo)并(bing)用顯(xian)微(wei)止血夾(jia)(jia)夾(jia)(jia)住;

③用 30G注射(she)針刺破輸尿管,將注射(she)針貼(tie)合于管壁并固定到位,使用 6-0縫線(xian)縫合以(yi)防液體泄漏;

④將尿液輕(qing)輕(qing)吸出,將注射器替換為另一(yi)個含(han)有約 50μL液體(含(han)有 5x1010個病毒顆粒(li)基(ji)因組拷貝(bei)數或PBS)的注(zhu)射器,并緩慢地(di)將液體逆行注(zhu)入輸尿管;

⑤將注(zhu)射針撤出(chu),并在注(zhu)射部位的(de)近端(duan)放置一個顯微止(zhi)血夾以防(fang)液體泄漏;

⑥5min后,移去輸尿管(guan)遠端、近端及(ji)腎(shen)動脈上的顯(xian)微止血(xue)夾,用6-0縫線將切口分(fen)兩層縫合。

3. 經腎(shen)實質腎(shen)盂注射:

①對(dui)C57BL/6 小(xiao)鼠(4-6 周齡(ling),15-20g)進行麻醉手術(shu),并使小(xiao)鼠呈仰(yang)臥姿勢于操作臺上;

②對小鼠左(zuo)腹(fu)進行(xing)剃毛(mao)處理,切(qie)開一個2cm的切(qie)口暴(bao)露左(zuo)腎和(he)輸尿管,并將周圍器(qi)官和(he)脂肪(fang)輕(qing)輕(qing)分開;

③用顯微(wei)止血夾夾住輸尿管(guan)上段(duan)以阻止病毒原液下流至膀胱(guang);

④用30G注(zhu)(zhu)射(she)針刺(ci)入左(zuo)腎中極的腎盂(yu)(注(zhu)(zhu)意注(zhu)(zhu)射(she)針頭不(bu)應刺(ci)穿腎盂(yu)),將50μL液體(含5x1010個病毒顆粒基因組(zu)拷(kao)貝數或(huo)PBS)注(zhu)(zhu)入腎盂(yu);

注:注射(she)針刺入(ru)腎盂(yu)而不(bu)刺穿腎盂(yu)的關鍵在于注意比對穿刺針和小鼠腎臟,并(bing)且在注射(she)針上(shang)做好標記(ji);

⑤5min后(hou)移去(qu)顯微(wei)止血夾,將切口分(fen)兩層縫合(he)。

2.血清型的選(xuan)擇


腎臟研(yan)究(jiu)中(zhong)常用的AAV載體有 ;AAV2、AAV6、AAV8 和AAV9,其中(zhong)以(yi)AAV9型居多。

1. 在(zai)腎臟的(de)尾(wei)靜脈注(zhu)射轉(zhuan)導中(zhong),rAAV8和(he)rAAV9的(de)腎臟轉(zhuan)導效率和(he)轉(zhuan)錄活(huo)性優于(yu)rAAV2,rAAV9更優。

圖3. rAAV2-CMV-GFP、rAAV8-CMV-GFP和rAAV9-CMV-GFP在腎臟中的轉導效率和轉錄活性比較

實(shi)驗(yan)動(dong)物(wu):6周(zhou)齡(ling)雄(xiong)性129/Sv小鼠

注射方式:尾靜脈注射

注(zhu)射量:5×1011vg

啟動子:CMV

數據(ju)來源于:Combined Paracrine and Endocrine AAV9-mediated Expression of Hepatocyte Growth Factor for the Treatment of Renal Fibrosis.

2. Rocca et al. 利用腎靜脈(mo)逆行注射(she)技術將AAV5, AAV6, AAV8以(yi)及AAV9注入(ru)小鼠腎臟,不(bu)僅證實腎靜脈(mo)逆行注射(she)比尾靜脈(mo)注射(she)有更好的腎基因轉導效果,而(er)且發現在四(si)種(zhong)AAV血清型中,AAV9更能同(tong)時高效(xiao)轉導(dao)皮(pi)質(zhi)和(he)髓質(zhi)(AAV6轉導(dao)髓質(zhi)效(xiao)果(guo)更好,但對皮(pi)質(zhi)轉導(dao)效(xiao)率較低(di)),此外,AAV9均能有效(xiao)靶向腎(shen)小(xiao)球和(he)近端小(xiao)管(guan)且在腎(shen)小(xiao)球內效(xiao)率更高(圖4)。

圖4. 腎靜(jing)脈逆行(xing)注射rAAV9是腎基因傳遞(di)的有效方(fang)式

實(shi)驗動物:2月齡C57BL/6小鼠(shu)

注射方(fang)式:腎靜脈(mo)注(zhu)射

注射量:100 μL,5×1010 particles

啟動子:CMV

數(shu)據來源于:rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidneytargeted gene delivery: conclusion of a comparative study.

3.注射量(liang)的確(que)定


以小鼠為(wei)例,一般情(qing)況下,AAV在腎臟中的給(gei)藥劑量通常在10E10-10E11VG/只(需要根據注射方式靈活調整),根據病毒實際滴度,注射體積在50-100μL左右。

4.啟(qi)動子的選(xuan)擇


腎臟研究中(zhong)可以選(xuan)擇(ze)廣(guang)譜性(xing)啟動子CMV,也可以選(xuan)擇(ze)特異性(xing)啟動子NPHS1,增加腎臟靶向性(xing)。

圖5. 載體的組織趨向性和轉導(dao)效率檢測
(Jason L Picconi et al. Mol Ther Methods Clin Dev. 2014)

圖(tu)6. NPHS1啟動子的腎臟特異性
(Jason L Picconi et al. Mol Ther Methods Clin Dev. 2014)

實驗動(dong)物:17周齡C57BL/6懷孕母鼠(shu);

注射方式:尾靜脈注射

病毒:AAV9-NPHS1-eGFP(White) ; AAV9-CMV-eGFP(Black)

注射量(liang):1×1012 vg/mouse

小結: AAV轉導腎基因的效(xiao)率應結(jie)合注射方式、血清型及啟動子(zi)等(deng)多方面綜合考慮,建議在進行實驗前查閱相關文獻并進行預實驗測(ce)定。

5.參考文獻


[1]. van der Wouden, E.A., et al., Approaches and methods in gene therapy for kidney disease. J Pharmacol Toxicol Methods, 2004. 50(1): p. 13-24.

[2]. Rubin, J.D. and M.A. Barry, Improving Molecular Therapy in the Kidney. Mol Diagn Ther, 2020. 24(4): p. 375-396.

[3]. Shen X, Xu Y, Bai Z, Ma D, Niu Q, Meng J, et al. Transparenchymal Renal Pelvis Injection of Recombinant Adeno-Associated Virus Serotype 9 Vectors Is a Practical Approach for Gene Delivery in the Kidney. Hum Gene Ther Methods. 2018 12;29(6):251–8.

[4]. Schievenbusch, S., et al., Combined paracrine and endocrine AAV9 mediated expression of hepatocyte growth factor for the treatment of renal fibrosis. Mol Ther, 2010. 18(7): p. 1302-9.

[5]. Rocca, C.J., et al., rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study. Gene Ther, 2014. 21(6): p. 618-28.

[6]. Saito, S., et al., rAAV6-mediated miR-29b delivery suppresses renal fibrosis. Clin Exp Nephrol, 2019. 23(12): p. 1345-1356.

[7]. Jing, X., et al., Gene deficiency or pharmacological inhibition of PDCD4-mediated FGR signaling protects against acute kidney injury. Acta Pharm Sin B, 2021. 11(2): p. 394-405.

[8]. Jason L Picconi et al. Kidney-specific expression of GFP by in-utero delivery of pseudotyped adeno-associated virus 9 Mol Ther Methods Clin Dev. 2014; 1: 14014.


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